Sexta Selvagem: Pepino-do-Mar-Abacaxi

por Piter Kehoma Boll

Frutos do mar são frequentemente considerados comida sofisticada pelo mundo todo e incluem todo tipo de organismos marinhos que humanos descobriram ser comestíveis. No sudeste da Ásia, uma destas iguarias é um pepino-do-mar, Thelenota ananas, conhecido como pepino-do-mar-abacaxi ou tripang.

Um belo pepino-do-mar-abacaxi nas Maldivas. Foto de Albert Kang.*

O pepino-do-mar-abacaxi é um equinodermo, um grupo que também inclui estrelas-do-mar, estrelas-serpentes, ouriços-do-mar, bolachas-da-praia e lírios-do-mar. Ele é encontrado em águas tropicais e subtropicais do Indo-Pacífico, ocorrendo do Mar Vermelho para o sul ao longo da costa leste da África e para o leste até a Polinésia, sendo comum em recifes de corais, apesar de ocorrer em baixas densidades.

Atingindo até 70 cm de comprimento e 6 kg, o pepino-do-mar-abacaxi é um pepino-do-mar relativamente grande. Ele possui uma cor laranja-avermelhada e preta, geralmente mais clara na parte interior, e muitas projeções em forma de estrela (papilas) pelo corpo todo.

Um detalhe mostrando as papilas estreladas. Foto de Nick Hobgood.**

Como a maioria dos pepinos-do-mar, o pepino-do-mar-abacaxi é um herbívoro. Como larva, ele provavelmente se alimenta de fitoplâncton e, como adulto, de algas maiores, incluindo algas verdes calcárias do gênero Halimeda. Ele cresce lentamente e tem uma longevidade alta. Em áreas mais subtropicais, se reproduz no verão, de janeiro a março, mas em águas mais tropicais é provável que se reproduza o ano inteiro. Ele também pode se reproduzir assexuadamente de maneira involuntária se for acidentalmente cortado ao meio, com as metades anterior e posterior formando um novo organismo em poucas semanas.

Nas Ilhas Marianas do Norte, com um braço humano para comparação. Foto de John Starmer.*

Como dito acima, o pepino-do-mar-abacaxi é comestível e é, de fato, um alimento muito saudável e promissor. Como todos os pepinos-do-mar, ele contém fucoidano, um tipo de polissacarídeo também encontrado em algas marrons e que possui propriedades antioxidantes e anti-inflamatórias. Ele também é rico em saponinas, como outros pepinos-do-mar e equinodermos, e estes revelaram ser bons agentes para reduzir os níveis de colesterol e também possuem propriedades anticâncer. Mais ainda, o pepino-do-mar-abacaxi contém outro composto, um glicosaminoglicano conhecido como sulfato de condroitina fucolisado (FuCS-1), que revelou ter a habilidade de bloquear o HIV de entrar nas células e possui, portanto, potencial para ser explorado para o desenvolvimento de novas drogas anti-HIV, especialmente contra algumas variantes resistentes.

Um spécime bem vermelho na Malásia. Foto de Tsu Soo Tan.*

Infelizmente, devido ao desenvolvimento lento, a taxa reprodutiva do pepino-do-mar-abacaxi é incapaz de compensar sua extração do oceano para consumo humano. Como resultado, as populações naturais reduziram drasticamente nas décadas passadas, com uma redução de 60% na Nova Caledônia e sendo quase extinto em algumas áreas. Como resultado, ele está listado como em perigo na lista vermelha da IUCN. Se não começarmos a respeitar esta espécie pela aplicação de políticas mais rígidas para sua captura, acabaremos perdendo esse camarada tão precioso do nosso planeta.

– – –

Curta nossa página no Facebook!

Siga-me (@piterkeo) no Twitter!

Precisa de ajuda para preparar seu artigo científico? Fale com a A1 Assessoria em Produção Acadêmica. Oferecemos serviços de tradução, revisão, formatação e preparação de figuras a preços acessíveis! Nosso e-mail: a1academica@gmail.com
Se comentar que ouviu falar da A1 pelo Blog Natureza Terráquea, você ganha 10% de desconto na sua primeira tradução conosco!

– – –

References:

Conand C (1993) Reproductive biology of the holothurians from the major communities of the New Caledonian Lagoon. Marine Biology 116:439–450. https://doi.org/10.1007/BF00350061

Conand C, Gamboa R, Purcell S (2013) Thelenota ananas. The IUCN Red List of Threatened Species 2013: e.T180481A1636021. https://dx.doi.org/10.2305/IUCN.UK.2013-1.RLTS.T180481A1636021.en. Access on 30 July 2020.

Han Q, Li K, Dong X, Luo Y, Zhu B (2018) Function of Thelenota ananas saponin desulfated holothurin A in modulating cholesterol metabolism. Scientific Reports 8:9506. https://doi.org/10.1038/s41598-018-27932-x

Huang N, Wu M-Y, Zheng C-B, Zhu L, Zhao J-H, Zheng Y-T (2013) The depolymerized fucosylated chondroitin sulfate from sea cucumber potently inhibits HIV replication via interfering with virus entry. Carbohydrate Research 380:64–69. https://doi.org/10.1016/j.carres.2013.07.010

Reichenbach (1995) Potential for asexual propagation of several commercially important species of tropical sea cucumber (Echinodermata). Journal of the World Aquaculture Society 26(3):272–278. https://doi.org/10.1111/j.1749-7345.1995.tb00255.x

Wikipedia. Thelenota ananas. Available at < https://en.wikipedia.org/wiki/Thelenota_ananas >. Access on 30 July 2020.

Yu L, Xue C, Chang Y, Xu X, Ge L, Liu G, Wang Y (2014) Structure elucidation of fucoidan composed of a novel tetrafucose repeating unit from sea cucumber Thelenota ananas. Food Chemistry 146:113–119. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2013.09.033

– – –

* Esta obra está licenciada sob uma Licença Creative Commons de Atribuição Não Comercial 4.0 Internacional

** Esta obra está licenciada sob uma Licença Creative Commons de Atribuição e Compartilhamento Igual 3.0 Não Adaptada.

Sexta Selvagem: Maria-sem-Vergonha

por Piter Kehoma Boll

Você provavelmente conhece a espécie de hoje. Provavelmente a tem plantada em seu jardim ou a viu no jardim de outros, em parques ou, se você vive em uma região tropical ou subtropical, ao longo das estradas ou dentro da floresta. Cientificamente conhecida como Impatiens walleriana, ela tem o nome comum de maria-sem-vergonha, beijo-de-frade, impatiens ou balsamina, apesar de os dois últimos poderem ser usados para outras espécies do gênero Impatiens também.

Maria-sem-vergonha no Vietnã. Foto do usuário Prenn do Wikimedia.**

Esta adorável planta possui um caule tenro e suculento com uma cor que varia de verde-claro a vermelho-escuro e que se torna semilenhoso na base. As folhas são macias, ovadas, lisas e possuem uma borda serreada. A base das folhas possui pequenos nectários extraflorais. As flores possuem 5 pétalas e 5 sépalas e são bilateralmente simétricas, com a sépala inferior formando uma longa espora que contém néctar. Os frutos se desenvolvem em uma pequena cápsula que explode como uma estratégia de dispersar as sementes.

Nectários extraflorais pingando. Foto do usuário Mariluna do Wikimedia.**

A maria-sem-vergonha é nativa do leste da África e é cultivada pelo mundo todo como planta ornamental, tendo muitos cultivares diferentes. As flores poem ser brancas, rosadas, salmão, vermelhas, magenta, roxas e muitas outras variedades, às vezes até com mais de uma cor. É interessante, no entanto, que um estudo revelou que branco é a cor favorita para borboletas que visitam a planta, enquanto vermelho é a cor menos favorita. De fato, apesar de diferentes espécies de borboletas apresentarem preferências ligeiramente diferentes para cor, nenhuma espécie parece gostar de visitar flores vermelhas.

Um espécime crescendo na África do Sul. Foto de Stuart Billingham.*

Após ser transportada para outros continentes, a maria-sem-vergonha se tornou naturalizada em muitas regiões, especialmente em áreas tropicais e subtropicais das Américas e no sudeste da Ásia. O impacto de sua disseminação por essas áreas não é claro até onde eu saiba.

Várias variedades cultivadas em Bangalore, Índia. Foto de Ramesg Ng.**

Um fato interessante é que mosquitos parecem amar se alimentar nos nectários extraflorais da maria-sem-vergonha, e estudos mostraram que elas são a fonte preferida de néctar para mosquitos do gênero Aedes. Assim, a maria-sem-vergonha vem sendo estudada como uma forma potencial de controlar as populações desses insetos transmissores de doenças pelo desenvolvimento de variedades geneticamente modificadas com néctar inseticida.

Outros estudos mostraram que a maria-sem-vergonha é uma acumuladora de cádmio do solo e possui o potencial de ser usada como ferramente para descontaminação.

A maria-sem-vergonha realmente não tem vergonha de mostrar serviço.

– – –

Curta nossa página no Facebook!

Siga-me (@piterkeo) no Twitter!

– – –

Referências:

Lai H-Y (2015) Subcellular distribution and chemical forms of cadmium in Impatiens walleriana in relation to its phytoextraction potential. Chemosphere 138:370–376. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2015.06.047

Lim TK (2013). Impatiens walleriana. Edible Medicinal and Non-Medicinal Plants: 548–550. https://doi.org/10.1007/978-94-007-7395-0_34

Mandle M, Warren DL, Hoffmann MH, Petersen AT, Schmitt J, von Wettberg EJ (2010) Conclusions about Niche Expansion in Introduced Impatiens walleriana Populations Depend on Method of Analysis. PLoS ONE 5(12): e15297. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0015297

Morris AB (2005) Functional differences among color morphs of Impatiens walleriana (Balsaminaceae).

Pruett G, Hawes J, Varnado W, Deerman H, Goddard J, Burkett-Cadena N, Kearney C (2020) The readily transformable Impatiens walleriana efficiently attracts nectar feeding with Aedes and Culex mosquitoes in simulated outdoor garden settings in Mississippi and Florida. Acta Tropica. https://doi.org/10.1016/j.actatropica.2020.105624

– – –

* Esta obra está licenciada sob uma Licença Creative Commons de Atribuição Não Comercial 4.0 Internacional

** Esta obra está licenciada sob uma Licença Creative Commons de Atribuição e Compartilhamento Igual 3.0 Não Adaptada.

Sexta Selvagem: Sanguessuga-Tigre

por Piter Kehoma Boll

Nunca tive a oportunidade de visitar Bornéu, mas as pessoas dizem que, quando você anda pela floresta lá, é impossível não encontram o “adorável” camarada de hoje, a chamada sanguessuga-tigre, Haemadipsa picta.

Como você deve saber, muitas sanguessugas se alimentam de sangue, e a sanguessuga-tigre não é exceção. O nome do seu gênero, Haemadipsa, inclusive significa “sede de sangue”. Contudo diferente da maioria das sanguessugas, que são aquáticas, a sanguessuga-tigre e muitas de suas parentes próximas vivem na terra ou, no caso da sanguessuga-tigre, mais frequentemente sobre a vegetação no sudeste da Ásia.

Uma sanguessuga-tigre se preparando para atacar um mamífero que vai passando, provavelmente o humano tirando a foto, que nesse casos seria Kristof Zyskowski.*

Para uma sanguessuga, a sanguessuga-tigre é muito bonita. Seu dorso possui uma série de listras e faixas longitudinais pretas, amarelas e marrons que frequentemente adquirem um tom verde em direção à extremidade anterior. A extremidade posterior possui uma ventosa grande, a qual às vezes possui uma cor verde também, e a sanguessuga-tigre a usa para ficar firmemente presa ao substrato, geralmente a vegetação.

O alimento da sanguessuga-tigre consiste principalmente de sangue dos mamíferos que por acaso atravessam seu caminho. Ela detecta a presa por uma combinação de pistas visuais, mecânicas e químicas, podendo ver as presas com uma série de olhos pequenos, senti-las com mecanorreceptores e cheirar o dióxido de carbono que elas exalam enquanto respiram.

Às vezes a presa tira sarro do predador. Créditos a Ellen Rykers.**

A sanguessuga-tigre “sabe” onde é mais fácil achar um mamífero passando: trilhas dentro da floresta. Assim, elas se aglomeram nas folhas nos ramos de plantas crescendo ao longo desses caminhos. Espécimes menores, mais jovens, preferem ficar mais próximos do solo para evitar gastar muita energia subindo até o alto, enquanto adultos (que chegam a 33 mm de comprimento) esperam pela refeição a uma altura de cerca de 1,5 m, raramente subindo até 2 m. Considerando que os maiores mamíferos não-humanos que passam pela floresta não chegam a mais de 1,7 m, elas não precisam subir mais do que isso.

Uma sanguessuga-tigre sedenta em Taiwan. Foto de Liu JimFood.**

Quando um mamífero suculento está passando pela trilha, as sanguessugas, que estão esperando avidamente com seus corpos esticados para a frente, pulam sobre o corpo do animal, cortam sua pele com as peças bucais afiadas e começam a beber o delicioso sangue. É dito que a mordida da sanguessuga-tigre é muito dolorosa, diferente da da maioria das sanguessugas, e é difícil fazer a ferida parar de sangrar, provavelmente porque ela libera uma quantidade considerável de anticoagulante. Não é uma experiência agradável, imagino.

– – –

Curta nossa página no Facebook!

Siga-me (@piterkeo) no Twitter!

Precisa de ajuda para preparar seu artigo científico? Fale com a A1 Assessoria em Produção Acadêmica. Oferecemos serviços de tradução, revisão, formatação e preparação de figuras a preços acessíveis! Nosso e-mail: a1academica@gmail.com
Se comentar que ouviu falar da A1 pelo Blog Natureza Terráquea, você ganha 10% de desconto na sua primeira tradução conosco!

– – –

Referências:

Gasiorek P, Różycka H (2017) Feeding strategies and competition between terrestrial Haemadipsas leeches (Euhirudinea: Arhynchobdellida) in Danum Valley rainforest (Borneo, Sabah). Folia Parasitologica, 64: 031. https://doi.org/10.14411/fp.2017.031

Kendall A (2012) The effect of rainforest modification on two species of South-East Asian terrestrial leeches, Haemadipsa zeylanica and Haemadipsa picta. Master Thesis.

– – –

* Esta obra está licenciada sob uma Licença Creative Commons de Atribuição Não Comercial Sem Derivações 4.0 Internacional.

** Esta obra está licenciada sob uma Licença Creative Commons de Atribuição Não Comercial 4.0 Internacional

Sexta Selvagem: Esfagno-Vermelho

por Piter Kehoma Boll

Entre os muitos tipos diferentes de ecossistemas encontrados na Terra, os paúis ou turfeiras são particularmente interessantes. Estas peculiares áreas úmidas são basicamente uma grande quantidade de matéria vegetal encharcada, tanto viva quanto morta. Geralmente muito ácidas, as turfeiras possuem taxas de decomposição muito baixas, de forma que a matéria vegetal se acumula mais e mais, às vezes atingindo vários metros de profundidade.

Os principais organismos responsáveis pela formação de turfeiras são musgos do gênero Sphagnum, conhecidos como esfagnos ou musgos-da-turfa (turfa sendo a matéria vegetal que forma as turfeiras). Encontrados pelo mundo todo, os esfagnos possuem a habilidade de absorver enormes quantidades de água, como uma esponja, e em condições secas podem liberar essa água nas áreas circundantes, ajudando-as a permanecerem úmidas.

Esfagno-vermelho no Canadá. Créditos à usuária maddieology do iNaturalist.*

Uma espécie de esfagno, o esfagno-vermelho, Sphagnum capillifolium, é encontrado na metade norte da América do Norte e na Europa, sendo uma espécie importante e geneticamente diversa. De fato, é provável que o esfagno-vermelho seja na verdade um complexo de muitas espécies muito similares. Seu nome científico, capillifolium, significando “folha-de-cabelo”, se refere ao formato peculiar da planta, que cresce em ramos retos e densamente próximos que se curvam para fora no topo, lembrando mechas de cabelo.

Espécimes mais verdes nos EUA. Foto de Joe Walewski.*

Apesar de a maioria das espécies de esfagno serem verdes como qualquer planta típica, o esfagno-vermelho e espécies proximamente relacionadas podem ter uma cor avermelhada. Contudo esta cor não é causada por pigmentos nos plastídeos, mas por um pigmento, esfagnorrubina, encontrado nas paredes celulares. A presença ou não de esfagnorrubina parece ser determinada por certas combinações de temperatura, luminosidade e hormônios. A função exata da esfagnorrubina é desconhecida, mas foi sugerido que ela possa ajudar a proteger a planta de herbivoria. Também é possível que a cor avermelhada funcione como um protetor solar, protegendo os cloroplastos da planta de radiação intensa, já que a esfagnorrubina absorve luz UV e azul.

Uma massa bem vermelha e bem encharcada na Escócia. Foto de Andrew Melton.*

Esfagnos no geral não são atrativos para herbívoros porque contêm grandes quantidades de compostos fenólicos, como taninos, que lhes dão um gosto adstringente e amargo. Estes compostos fenólicos também são a principal razão pela qual a turfa demora tanto para se decompor. Como resultado, turfeiras funcionam como imensos reservatórios de carbono, e cerca de 10 a 15% de todo o estoque de carbono no planeta está na forma de esfagno. De fato, a quantidade de carbono fixada por todas as outras formas de vida fototossintetizantes na Terra todo ano é menor que a quantidade mantida em turfeiras.

Espécimes ligeiramente avermelhados na Inglaterra. Foto de Jeremy Barker.*

Sphagnum é, portanto, um gênero essencial para manter os níveis de dióxido de carbono na atmosfera baixos, e o esfagno-vermelho é ainda mais importante porque ele parece ser uma espécie bem tolerante que pode sobreviver tanto em ambientes sombreados quanto ensolarados, bem como em condições com níveis altos e baixos de nitrogênio. Assim, ele pode resistir a interferências humanas melhor que outros esfagnos.

– – –

Curta nossa página no Facebook!

Siga-me (@piterkeo) no Twitter!

Precisa de ajuda para preparar seu artigo científico? Fale com a A1 Assessoria em Produção Acadêmica. Oferecemos serviços de tradução, revisão, formatação e preparação de figuras a preços acessíveis! Nosso e-mail: a1academica@gmail.com
Se comentar que ouviu falar da A1 pelo Blog Natureza Terráquea, você ganha 10% de desconto na sua primeira tradução conosco!

– – –

Referências:

Bonnett SAF, Ostle N, Freeman C (2009) Short-term effect of deep shade and enhanced nitrogen supply on Sphagnum capillifolium morphophysiology. Plant Ecology 207: 347–358. https://doi.org/10.1007/s11258-009-9678-0

Gerdol R, Bonora A, Marchesini R, Gualandri R, Pancaldi S (1998) Growth Response of Sphagnum capillifolium to Nighttime Temperature and Nutrient Level: Mechanisms and Implications for Global Change. Arctic and Alpine Research 30(4): 288–395. https://doi.org/10.1080/00040851.1998.12002914

Verhoeven JTA, Liefveld WM (1997) The ecological significance of organochemical compounds in Sphagnum. Acta botanica neerlandica 46(2): 117–130. http://natuurtijdschriften.nl/record/541086

– – –

* Esta obra está licenciada sob uma Licença Creative Commons de Atribuição Não Comercial 4.0 Internacional

Sexta Selvagem: Nematódeo-Adaga-de-Brown

por Piter Kehoma Boll

Nematódeos são famosos por causa de seus membros parasitas, os quais não parasitam só animais, mas plantas também. Pessoas que trabalham com jardinagem ou agricultura talvez saibam que às vezes uma planta fica doente por causa de “nematódeos”.

Um gênero de nematódeos que é comumente associado a videiras é Xiphinema, cujas espécies são conhecidas como nematódeos-adaga. As duas espécies mais estudadas são Xiphinema americanum, o nematódeo-adaga-americano, e Xiphinema index, o nematódeo-adaga-da-Califórnia, mas durante as últimas décadas ficou claro que essas espécies são na verdade um complexo de espécies muito similares e novas são constantemente descritas. Uma delas, descrita em 2016, é Xiphinema browni, a qual decidi chamar de nematódeo-adaga-de-Brown. Esta espécie foi nomeada em homenagem ao nematólogo Derek J. F. Brown.

O nematódeo-adaga-de-Brown foi encontrado associado a raízes de videiras e macieiras na Eslováquia e na República Tcheca. Entre as 86 fêmeas identificadas, havia apenas um macho, indicando que há uma enorme disparidade na razão sexual e é provável que as fêmeas sejam partenogenéticas, isto é, podem pôr ovos férteis sem serem fertilizadas por um macho. As fêmeas medem até 2.5 mm de comprimento e o único macho conhecido media 1.8 mm.

Fêmea (esquerda) e macho (direita) de Xiphinema browni. Modificado de Lazarova et al. (2020).*

Como o nematódeo-adaga-de-Brown foi encontrado associado a videiras, seu ciclo de vida provavelmente é similar ao da maioria dos nematódeos-adaga. Os adultos são parasitas externos das raízes de videiras e eventualmente de outras plantas lenhosas. Eles vivem na superfície das raízes e usam seus longos odontóstilos (uma probóscide em forma de agulha) para perfurar as raízes e sugar o conteúdo de seu tecido vascular. Como reação, a planta produz galhas inchadas em forma de clava na ponta das raízes. A raiz então se ramifica atrás da ponta inchada, apenas para ser atacada de novo, desenvolvendo outra galha e tendo que se ramificar de novo. Isso começa a enfraquecer a planta, o que pode comprometer a produção de uvas.

As fêmeas põem os ovos espalhaos pelo solo, sem formar aglomerados, e os jovens passam por quatro estágios no solo antes de passarem para o modo parasita.

Extremidade anterior de uma fêmea com o odontóstilo ligeiramente exposto. Modificado de Lazarova et al. (2020).*

Sendo outro nematódeo-adaga que se alimenta de videiras, o nematódeo-adaga-de-Brown provavelmente também é um vetor do vírus da degenerescência da videira, o qual é transmitido a videiras pelo nematódeo-adaga-da-Califórnia. Isso acontece quando o nematódeo se alimenta de uma planta infectada e então se desloca para uma planta saudável, levando o vírus consigo. A degenerescência da videira cause clorose (perda de clorofila) e distorce as folhas, fazendo-as ficarem parecidas com um leque, de onde o nome em inglês da doença ser “grapevine fanleaf” (folha-de-leque da videira). Como você pode imaginar, a pobre planta fica ainda mais fraca do que já estava pelos nematódeos que a sugavam. Isso pode ser um pesadelo para viticultores.

O vírus da degenerescência da videira pode ser uma doença devastadora para as videiras, mas no corpo do nematódeo ele parece ter efeitos benéficos, aumentando a sobrevivência desses pequenos vermezinhos. Talvez isso estimule os nematódeos-adaga a disseminá-lo numa espécie de “coalizão do mal”.

– – –

Você também pode gostar de:

Tospovirus e tripes: uma aliança que aterroriza as plantas

– – –

Curta nossa página no Facebook!

Siga-me (@piterkeo) no Twitter!

Precisa de ajuda para preparar seu artigo científico? Fale com a A1 Assessoria em Produção Acadêmica. Oferecemos serviços de tradução, revisão, formatação e preparação de figuras a preços acessíveis! Nosso e-mail: a1academica@gmail.com
Se comentar que ouviu falar da A1 pelo Blog Natureza Terráquea, você ganha 10% de desconto na sua primeira tradução conosco!

– – –

Referências:

Lazarova S, Peneva V, Kumari S (2016) Morphological and molecular characterisation, and phylogenetic position of X. browni sp. n., X. penevi sp. n. and two known species of Xiphinema americanum-group (Nematoda, Longidoridae). ZooKeys 574:1–42. https://doi.org/10.3897/zookeys.574.8037

van Zyl S, Vivier MA, Walker MA (2012) Xiphinema index and its Relationship to Grapevines: A review. South African Journal of Enology and Viticulture 33(1):21–32.

Wikipedia. Xiphinema. Available at <https://en.wikipedia.org/wiki/Xiphinema>. Access on 29 June 2020.

– – –

* Esta obra está licenciada sob uma Licença Creative Commons de Atribuição 4.0 Internacional.

Novas Espécies: Junho de 2020

por Piter Kehoma Boll

Aqui está uma lista de espécies descritas este mês. Ela certamente não inclui todas as espécies descritas. Você pode ver a lista de periódicos científicos usados para o levantamento de novas espécies aqui.

Terrilactibacillus tamarindi é uma nova bacteria de ácido lático isolada a casca de tamarindeiros na Tailândia. Créditos a Kingkaew et al. (2020).*

Phytoactinopolyspora mesophila é uma nova actinobactéria isolada de um solo salino-alcalino na China. Créitos a Feng et al. (2020).*

Bactérias

• 4 novas actinobactérias: Rhodococcus cavernicola; Phytoactinopolyspora mesophila; Raineyella fluvialis; Arcanobacterium bovis;
• 11 novos bacteroides: Echinicola soli; Chryseobacterium vaccae; Sunxiuqinia indica; Patiriisocius marinistellae; Flavobacterium salilacus; Pontibacter mangrovi; Polaribacter septentrionalilitoris; Muricauda hadalis; Mesonia oceanica; Mangrovibacterium lignilyticum; Maribellus sediminis;
• 1 nova cianobactéria: Wilmottia koreana;
• 5 novas firmicutes: Terrilactibacillus tamarindi; Salinicoccus cyprini; Streptococcus downii; Caproicibacter fermentans; Clostridium thermarum;
• 4 novos planctomicetos: Gimesia benthica; Maioricimonas rarisocia; Caulifigura coniformis; Thalassoglobus polymorphus;
• 21 novas proteobactérias: Sphingomonas chungangi; Caulobacter soli; Pukyongiella litopenaei; Cupriavidus agavae; Serratia inhibens; Gemmobacter serpentinus; Pseudomonas defluvii; Pseudomonas izuensis; Pseudomonas sivasensis; Dickeya oryzae; Agrobacterium fabacearum; Pseudooceanicola pacificus; Tepidiphilus olei; Paracoccus xiamenensis; Jiella pacifica; Gluconobacter aidae; Halovulum marinum; Nitratireductor alexandrii; Frigidibacter oleivorans; Desulfolutivibrio sulfoxidireducens; Mesorhizobium terrae;

Cupriavidus agavae é uma nova proteobactéria isolada da rizosfera de pés de agave no México. Créditos a Arroyo-Herrera et al. (2020).*

Arqueias

• 4 novos euriarqueotos: Halobacterium bonnevillei, Halobaculum saliterrae, Halovenus carboxidivorans; Methanohalophilus profundi;

Halobacterium bonnevillei (a), Halobaculum saliterrae (b) e Halovenus carboxidivorans (c) são tres novas arqueias de crostas e solos salinos. Créditos a Myers and King (2020).*

SARs

• 3 novos apicomplexos: Eimeria hnidai; Babesia panickeri; Isospora oliveirai;
• 4 novas ocrófitas: Pinnularia sikkimensis; Sichuaniella deqinensis; Luticola puchalskiana; Halamphora yundangensis;

Actinostachys minuta é uma nova samambaia-grama das Filipinas. Créditos a Amoroso et al. (2020).*

Plantas

• 1 nova marcantiófita: Diplophyllum purpurascens;
• 2 novas briófitas: Brachymenium elimbatum, Brachymenium sublineare;
• 5 novas pteridófitas: Polystichum asiae-minoris; Gymnosphaera henryi; Ceratopteris shingii; Polystichum neoacutidens; Actinostachys minuta;
• 5 novas magnoliídeas: Peperomia calcicola; Dasymaschalon halabalanum; Winitia thailandana;  Artabotrys longipetalus, Artabotrys insurae;
• 11 novas monocotiledôneas: Tigridia nanchititlensis; Trimelopter crispolanatum; Tillandsia dichromantha; Calamus carsicola, C. warayanus; Dichanthelium sp.; Perenniporia eugeissonae; Tupistra nganii; Austronea phyllopogon; Polygonatum daminense; Allium schisticola;
• 35 novas eudicotiledôneas: Eryngium pugae; Limonium steppicum; Marshallia pulchra; Utricularia kamarudeenii; Salix aegaea; Sedum nanlingense; Vincetoxicum stylesii; Penstemon dugesii; Pouteria kossmanniae; Phaseolus albicarminus; Genista nuragica; Begonia tadungensis; Crotalaria shrirangiana; Myrcia suberosa; Plinia ybotyrype; Sedum mukojimense; Verbascum seydisehirense; Syzygium anamalaianum; Capparis macrantha; Croton calcareus; Senecio festucoides; Psydrax gialaiensis; Argyreia pseudosolanum; Oxytropis shennongjiaensis; Levenhookia aestiva; Loxostigma puhoatense; Capparis kbangensis; Ipomoea maranhensis; Callianthe flava, C. maritima, C. sulcatarinensis; Myrcia amplifolia; Passiflora calypilosa; Cyrtandra argentii; Lapaea rubriflora;

Argyreia pseudosolanum é uma nova convolvulácea da Tailândia cujas flores se parecem com as de uma espécie de Solanum. Créditos a Traiperm & Suddee (2020).*

Senecio festucoides é uma nova composta do Chile. Créditos a Calvo & Moreira-Muñoz (2020).*

Amebozoários

• 1 novo micetozoário: Stemonitis pseudoflavogenita;
• 1 novo discóseo: Thecamoeba foliovenanda;

Curvularia paraverruculosa é um novo pleosporal isolado de amostras de solo no México. Créditos a Iturrieta-González et al. (2020).*

Fungos

• 22 novos ascomicetos: Triseptata sexualis; Erysiphe sp.; Bimuria omanensis; Phaeoseptum hydei; Nigrospora guangdongensis; Fusarium madaense; Fusarium xiangyunensis; Curvularia. paraverruculosa, C. suttoniae, C. vietnamensis; Ceratocystiopsis synnemata, Leptographium alneum; Distoseptispora bambusae; Clonostachys viticola; Starmera foglemanii, Starmera ilhagrandensis; Blastobotrys baotianmanensis, Blastobotrys xishuangbannaensis; Aspergillus jilinensis; Orientophila corticola; Metapochonia hahajimaensis; Starmerella vitis;
• 14 novos basidiomicetos: Nigrofomes submelanoporus; Cortinarius lentus; Clavariadelphus griseoclavus; Echinoderma flavidoasperum, Lepiota omninoflava; Pseudosperma citrinostipes; Hygrophorus brunneodiscus, H. fuscopapillatus, H. glutiniceps, H. griseodiscus; Tricholomopsis rubroaurantiacus; Bryoclavula phycophila; Coltricia subcinnamomea, C. subverrucata;

Hygrophorus fuscopapillatus é um novo cogumelo do sul da China. Créditos a Wang et al. (2020).*

Poríferos

• 7 novas demosponjas: Acanthella danerii; Calyx maya, Haliclona (Reniera) stygobia, Haliclona (Halichoclona) chankanaabiis, Neosiphonia microtriaeneae, Svenzea germanyanezi, Diplastrella cozumella;

Cnidários

• 1 novo cifozoário: Chrysaora pseudoocellata;
• 4 novos mixozoários: Kudoa acentrogobia, Kudoa guangdongensis, Kudoa iidae, Kudoa aburakarei;

Platelmintos

• 3 novos tricládidos: Dugesia umbonata; Paraba smaragdina, Paraba iguassuensis;
• 4 novos monogêneos: Synodontella anohmangniae, Synodontella antoineparisellei, Synodontella clariasi, Synodontella samorossoensis;
• 4 novos trematódeos: Diphterostomum flavum; Stemmatostoma cribbi; Enterohaematotrema triettruongi; Steringophorus merretti;

Dugesia umbonata é uma nova planária da China. Créditos a Song et al. (2020).*

Moluscos

• 21 novos gastrópodes: Pseudamnicola stasimoensis, P. lesbosensis, P. samosensis, P. skalaensis; Horatia podvisensis; Africonus insulae, Kalloconus canariensis; Isotriphora uncia, Isotriphora leo, Monophorus verecundus, Sagenotriphora albocaput, Similiphora lucida; Sarika khmeriana, Sarika lactoconcha, Sarika nana; Nassarius arewarensis; Euthria erythraea; Vermetujanulus boessnecki, Steenbergia wohlmuthorum; Afriscrobs ampliorscapus; Radiodiscus hollidayi;
• 1 novos poliplacóforos: Strictochiton schniebsae;

Anelídeos

• 33 novos poliquetos: Geminofilum thailandica, Sphaerodoridium songkhlaensis; Anguillosyllis aciculata, A. acsara, A. carolina, A. denaria, A. hadra, A. hampsoni, A. taleola, A. truebloodi, A. andeepia, A. blakei, A. bruneiensis, A. elegantissima, A. enneapoda, A. hessleri, A. inornata, A. sepula; Nereis articulata, N. longdongensis, N. nuwalianensis, N. paporae, N. shitipingensis, N. taitungensis, N. taiwanensis, N. wuchiensis; Apistobranchus jasoni, Leitoscoloplosolei, Prosphaerosyllismodinouae, Aphelochaetafalklandica, Dodecaceria saeria; Neoamphitrite undevigintipes; Flabelligena hakuhoae;
• 5 novos clitelados: Amynthas longiprostaticus, A. dorsomorrioides, A. minhdam, A. ocularius; Pontoscolex awa;

Bryozoários

• 11 novas espécies: Stylopoma corallinum, Stylopoma faceluciae, Stylopoma multiavicularia, Stylopoma sinuata; Cellaria calculosa, C. curiosa, C. gracillima, C. major, C. spatulifera, C. stenorhyncha, C. macricula;

Nematomorfos

• 1 nova espécie: Gordius chiashanus;

Gordius chiashanus é um novo nematomorfo parasita de diplópodes de Taiwan. Créditos a Chiu et al. (2020).*

Nematódeos

• 2 novos cromadóreos: Rhabdias delangei; Leidynemella shahi;
• 4 novos enópleos: Oloncholaimus piipi; Halanonchus scintillatulus; Longidorus tabernensis, Xiphinema subbaetense;

Quelicerados

• 2 novos picnogonídeos: Pallenella. karenae, P. baroni;
• 19 novo ácaros: Sculpteremaeus olszanowskii; Gamasellodes lavafesii; Protogamasellus pantanal; Onchodellus menglaensis, O. quattuorspinous; Rafapicobia momoti, Rafapicobia brachypteraci; Arrenurus (Truncaturus) chukotkaensis; Dermacentor pasteuri; Galumna (Galumna) paralawrencei; Galumna (Galumna) paracapensis; Dendrocolaptobius lepidocolapti; Lorryia pseudoplacita; Piona accepta; Neocarus entrerios, N. misiones; Monatractides trilaminatus, Torrenticola lushanensis, T. planusirostrum;
• 142 novas aranhas: Synagelides hortonensis, S. lakmalii, S. rosalindae, S. orlandoi; Myrmecotypus tahyinandu; Vailimia ajmerensis, V. jharbari; Thunberga greta; Sinopoda aenyk, S. arboricola, S. assamensis, S. bifurca, S. bispina, S. caeca, S. chiangmaiensis, S. cornuta, S. deminutiva, S. emei, S. empat, S. flexura, S. hainan, S. hanya, S. incisura, S. inthanon, S. kalaw, S. kambaiti, S. kamouk, S. kieo, S. kinabalu, S. konglor, S. kyee, S. lebar, S. longicymbialis, S. lot, S. maculata, S. mat, S. matang, S. nanphagu, S. parva, S. phathai, S. phiset, S. phom, S. reinholdae, S. rotunda, S. ruam, S. silvicola, S. sulawesia, S. tawau, S. thieu, S. tibang, S. tilmanni, S. tralinh, S. tuber, S. unicolor, S. wayala; Austrodomus gamsberg, Eleleis limpopo, E. okavango, E. etosha, E. himba, E. luderitz, E. leleupi, E. haddadi, E. solitaria, Purcelliana kamaseb, P. khabus, P. cederbergensis, Plutonodomus kungwensis, Kikongo ruwenzori, K. buta, K. rutshuru, Kituba mayombensis, K. langalanga, Yoruba ibadanus, Y. toubensis; Belisana medog, Belisana muruo, Belisana xigaze, Belisana zham; Camillina suya, C. kuarup, C. bonaldoi; Utivarachna subfabaria, U. tangi; Centromerus tongiorgii, C. hanseni, C. gatoi; Songthela huangyang, S. xiangnan; Cheiracanthium daofeng, C. duanbi, C. gou, C.wuquan, Sinocanthium shuangqiu; Pimoa cona, P. duiba, P. lemenba, P. mainling, P. nyingchi, P. rongxar, P. samyai, P. yadong; Thelcticopis dahanensis, T. unciformis; Corythalia conferta, C. concinna, C. drepane, C. drepanopsis, C. antepagmenti, C. ricti, C. protensa, C. gasnieri, C. verhaaghi, C. scutellaris, C. dakryodes, C. foelixi, C. longiducta, C. latior, C. trochophora, C. lineata, C. hamulifera, C. tribulosa, C. flagrans, C. fragilis; Bumba tapajos, Bumba cuiaba, Bumba rondonia, Bumba mineiros; Epeus daiqini, Epeus pallidus, Epeus szirakii, Ptocasius metzneri, Ptocasius sakaerat; Nemoscolus sandersi; Theridion ariel, T. caliban, T. ceres, T. ferdinand, T. juno, T. miranda, T. prospero, T. sycorax;
• 9 novos opiliões: Thunbergia gretae; Ankaratrix maloto, Ankaratrix makamba, Ankaratrix fisheri, Ankaratrix lawrencei; Vima panita; Iandumoema cuca, I. gollum, I. stygia;
• 2 novos amblipígios: Heterophrynus spp.;

Plusioglyphiulus biserratus (acima) e Plusioglyphiulus khmer (abaixo) são dois novos milípedes de Camboja. Créditos a Likhitrakarn et al. (2020).*

Miriápodes

• 14 novos diplópode: Haasea gruberi, H. makarovi; Archiboreoiulus serbansarbui; Odontostreptus fadriquei; Plusioglyphiulus biserratus, Plusioglyphiulus khmer; Pogoro alopias, Pogoro siren, Pogoropsis prolixopes, Emphysemastix frampt, Agrophogonus hamulus, Agrophogonus pusillokiellandi, Emphysemastix dracarys; Pseudonannolene canastra;
• 1 novo paurópode: Psammopauropus macrospinus;

Fredius ibiapaba é um novo caranguejo do nordeste do Brasil. Créditos a Chávez et al. (2020).*

Crustáceos

• 3 new ostrácodos: Heterocypris savatenalintonae, Cyprinotus cassidula; Cytherois gajinensis;
• 3 novos cladóceros: Bythotrephes centralasiaticus; Daphnia koreana, Daphnia ishidai;
• 16 novos copépodes: Archinotodelphys momus, A. curtus, A. illgi, A. hexasetosus, A. cinctus, A. antarcticus, A. monnioti, A. bimerus, A. longiseta, A. reductus, A. elegans, A. rostralis, A. longicaudatus, A. nudus, A. unisetosus; Gamispatulus ferrilongus;
• 1 novo cirrípede: Lernaeodiscus rybakovi;
• 6 novos anfípodes: Cerapus bumbumiensis; Epimeria karamani; Scina sp.; Hyalella tepehuana; Crangonyx parhobbsi; Simplexia longicrus;
• 17 novos decápodes: Salmoneus inconspicuus, Salmoneus saotomensis; Eumunida turbulenta; Typhocarcinops robustus, T. hamus, T. raouli, T. atimovatae, T. hadrotes, T. hirtus, T. diminutus, T. kanashi, T. lapillus; Callianassa reinhardpalorum; Lucanicambarus mobilensis, L. freudensteini; Richerius marqueti; Fredius ibiapaba;

Cycladiacampa irakleiae é um novo dipluro cavernícola da ilha de Iracleia, nas Cíclades, Grecia. Créditos a Sendra et al. (2020).*

Tachycines trapezialis é um novo grilo da China. Créditos a Zhou & Yang (2020) .*

Hexápodes

• 1 novo dipluro: Cycladiacampa irakleiae;
• 4 novos colêmbolos: Hypogastrura ottawana; Vertagopus persicus, V. nunataki; Plutomurus jordanai;
• 4 novos efemerópteros: Leptohyphes kukenan; Notacanthurus maculatus, N. lamellosus; Cincticostella tornata;
• 1 novo dictióptero: Gastrotermes spinatus;
• 14 novos ortópteros: Sichuana cryptospina; Pseudepitettix hainanensis, Pseudepitettix strictivertex, Tuberfemurus convexa; Apteroscirtus densissimus, Gymnoscirtus corifterus; Pseudolebinthus ntchisi; Microtachycines trispinosus; Pseudophlugiolopsis bitubera, Allicyrtaspis? phryganis; Trigonocorypha thenensis; Sulcotropis xiaowutaiensis; Tachycines (Gymnaeta) trapezialis; Lipotactes kabili;
• 1 novo fasmatódeo: Phyllium (Walaphyllium) lelantos;
• 5 novos plecópteros: Kiotina yexiaohani; Neoperla curvilobata; Indonemoura maoershana; Isoperla sextuberculata; Protonemura longispina;
• 1 novo dermáptero: Chelisoches chongqingensis;
• 30 novos psocópteros: Ptiloneura andoque,Ptiloneura bernali, Ptiloneura buitrerensis, Ptiloneura caguanensis, Ptiloneura canoae, Ptiloneura cipeca, Ptiloneura hernandezi, Ptiloneura hinestrozae, Ptiloneura kogui, Ptiloneura mutisi, Ptiloneura otunensis, Ptiloneura putumayensis, Ptiloneura timancoi, Ptiloneura tunkywasi, Ptiloneura yari; Valimia necopinata; Loneura altaquerensis, L. carijona, L. javierensis, L. koreguaje, L. magdalenensis, L. misak, L. murui, L. nonuya, L. occidentalis, L. orucapu, L. tatama, L. tayronensis, L. tendalensis, L. zuluagai;
• 2 novos tisanópteros: Holopothrips brevisetus, H. guadeloupensis;
• 26 novos hemípteros: Geelus driehoekdraad, G. drietanddraad, G. dundraad, G. haakdraad, G. kinkeldraad, G. lemdraad, G. nektanddraad, G. platdraad, G. slangdraad, G. stompdraad, G. viertanddraad, G. vurkdraad; Nipponorthezia guizhouensis; Batracomorphus pakistanicus; Pseudosubhimalus pakistanicus; Paraphysifer wilsoni; Pascoia rakitovi; Symplanella fulva, S. nigricans; Andixius cultratus, A. lingulatus; Portanus adenomari; Planicapitus luteus, Bruneimetopus simulans; Cacopsylla paraspiculata; Stephanitis (Stephanitis) rhaphiolepidis; Tibicina longisyllaba;
• 118 novos coleópteros: Bolboceras arunachalensis; Tribasodites sugayai; Trechus suopoensis. T. gemaensis, T. bianericus, T. maoniu, T. shangensis, T. mengensis, T. cuspis, T. qunlaishanicus, T. chiguguanensis; Geodromicus magnus, G. namucuoicus, G. subquadratus, G. shii; Ocychinus motuoensis, O. smetanai, O. huanghaoi; Hycleus hayki; Clidicus mawarensis; Pogonostoma (Pogonostoma) natsuae; Hydrochus armatus, H. hamulus, H. latipennis, H. lobissimus, H. maximus, H. simplicatus; Aegomorphus antonkozlovi, Plistonax antonkozlovi; Orphnebius lilizheni; Microplinthus annapurnae, M. arunensis, M. brevipennis, M. durga, M. franzi, M. ganesha, M. godawaricus, M. gupta, M. helambuensis, M. jaegeri, M. karnalicus, M. kaskianus, M. kaumarya, M. khandbariensis, M. koshianus, M. letheensis, M. longipennis, M. messneri, M. newarorum, M. phulchowkianus, M. rugosus, M. schmidti, M. sherpa, M. tamanus, M. yeti; Acrulia assingi; Meligethinus mondlanei, M. hamerlae; Nipponophloeostiba thayeri; Pocadius tenebrosus, P. zhangjiajieensis; Dinacoma sanfelipe; Quedius adilus; Phlyctinus grootbosensis, P. xerophilus, P. planithorax, P. littoralis, P. aloevorus; Chilocorellus uncinacanthus, C. denspinulifer, C. fistulachaetodontus; Triarthron itoi; Neochya chengi, N. tsoui; Hyphalus shiyuensis; Amblopusa vancouverensis; Parabyrsopolis moroni; Kelypitnus steineri; Oromia orahan; Neoserica christophi; Pilosaphaenops qianzhii, P. mengzhenae, P. weiguofui; Nealcidion kayi, Hyperplatys pichinchensis, Confluentia quijos; Corticaria alta, Corticaria arborea, Corticaria bousqueti, Corticaria cylindracea, Corticaria langori, Corticaria maritima, Corticaria montana, Corticaria pseudofennica, Corticaria pseudoincerta, Corticaria pseudopinetorum, Corticaria pseudovicollis, Corticaria pseudotsuga, Corticaria andrewsi, Corticaria aspera; Sinaphaenops lipoi; Aphotaenius elegans, Aphotaenius gaucho, Aphotaenius hamelae; Clyster galatheaensis; Myrmecoderus veracruzensis; Immanus virago; Belladessus soqtapata; Cyclocephala marquezi; Cucujus chuensis, C. euphoria, C. evangelium, C. kachin, C. shennong, C. tibetensis; Nothochodaeus yeti, N. martensi; Pteroplatus antonkozlovi;
• 1 novo megalóptero: Indosialis siamensis;
• 2 novos neurópteros: Cymothales massaronei; Isostenosmylus ammirabilis;
• 118 novos himenópteros: Paroligoneurus harishi; Xylocopa auriventris, X. romeroi; Gonatopus opsiicida; Calomutilla panamensis; Ophrynopus rufocephalus, Ophrynopus savinai; Andrena (Lepidandrena) baetica, Andrena (Micrandrena) omnilaevis, Andrena (Notandrena) foeniculae; Pseudozumia cucphuongensis; Conostigmus dessarti, C. duncani, C. franzinii, C. johnsoni, C. lepus, C. longiharpes, C. michaeli, C. minimus, C. muratorei, C. musettiae, C. rosemaryae, C. washburni; Trigastrotheca doiphukhaensis; Notogaster avilai, N. charlesi, N. macdonaldae, N. martini, N. poultonae, N. sucklingi, N. toddae, N. walkeri, N. withersae, N. wornerae; Foenatopus achterbergi; Augochlora bipunctata, Augochlora modica, Augochlora tenax; Apophysius baolocensis, A. constrictus, A. taynguyenensis, A. latus, A. takasukai, A. pentaceratops; Campodorus albilineatus, C. punctatus, C. rasilis, C. shandongicus, C. truncatus; Anomalon narinae; Cotesia lasallei, C. medusae, C. ocellata, C. reidarum, C. scripta, C. tjapekki, C. wonboynensis; Sphecodes discoverlifei, S. engeli, S. ilyadadaria, S. pseudoredivivus; Dolichomitus mariajosae, D. menai, D.orejuelai, D. pimmi,  D. rendoni; Macroteleia xui; Palmodes hissaricus; Apanteles albummacula, A. altus, A. ambultor, A. amotus, A. angustus, A. annosus, A. aphanofossa, A. aspersus, A. attenuator, A. bialtus, A. brevitempus, A. bulbus, A. cannabis, A. carssus, A. crassus, A. distributa, A. expansus, A. flavibasalis, A. fraxinus, A. fundum, A. fuscidentalis, A. jasmine, A. lateroglabris, A. limus, A. longicoxa, A. longidiscus, A. magastigma, A. muscosalis, A. ocellisublimus, A. plureseta, A. prominens, A. quadra, A. radocoxa, A. salsala, A. scrobiculatus, A. semicarinatus, A. stigmaium, A. tenuis, eublemmae-subgroup: A. alticella, A. aphanoiugum, A. cavitergita, A. impunctus, A. lineatella, A. longiala, A. palliditegula, A. rectala, A. rhombos, A. setosus; Binahuayrurae, B. nigra;
• 53 novos dípteros: Euthycerina uachi; Phortica efragmentata, P. andreagigoni, P. watabei, P. halimunensis, P. akutsui, P. kerinciensis, P. takehiroi; Palatovia lorestanica, Boreoheptagyia iranica, B. joeli, B. sarymsactyensis; Elachiptera arabica, Kwarea ismayi, Tricimba turneri; Umbodinia bella; Chaethippus carioca, Chaethippus flavus, Chaethippus maculatus, Chaethippus notatus; Lipsothrix jiri; Diamesa urvantsevi; Epicnemis alus, E. chaweewanae, E. digitalis, E. disjunctus, E. dorsalis, E. latus, E. projectus, E. ratanae, E. setosus, E. sinuosus; Criorhina rostrata; Idiocera (Idiocera) falcistylus, I. (I.) cretopunctata; Phytomia austeni, P. memnon, P. pallida; Sarcophaga (Pandelleisca) mersinensis; Scaptodrosophila abdentata, S. platyrhina, S. serrateifoliacea, S. sinuata, S. tanyrhina; Austroleptis camposgerais; Portschinskia burmensis, Portschinskia sichuanensis, Portschinskia xizangensis, Portschinskia yunnanensis; Aenigmetopia amissa, A. corona, A. kryptos, A. pagoni;
• 6 novos tricópteros: Drusus katagelastos; Chimarra oliveri; Polyplectropus hofmaierae, Eoneureclipsis chinachotiae, Hydropsyche khaonanensis, Lannapsyche tairomyenensis;
• 44 novos lepidópteros: Dragmatucha galbinea, D. kabarolensis, D. saltualis, D. vittatella, D. goniotes, D. cochliana, D. pedalis, D. ghanaensis, D. crinifrutalis, D. dizostera, D. kakumensis; Aricoris emeryi; Cicinnus litoralis; Psorosa desaturata, Psorosa pseudoelbursella; Leucapamea srnkai; Argyresthia brumella; Stigmatophora (Stigmatophora) cernyi; Ghoria dammay, Ghoria longivesica, Ghoria mubupa, Ghoria synnefo; Paramathes evdomo; Abantiades centralia, A. kayi, A. zonatriticum, A. hutchinsoni; Ammatho (Delineatia) tairadiata, Ammatho (Delineatia) trangchim; Meleonoma segregacantha, M. fornicalis; Toleria vietnamica; Agnoea digitiella; Vietnamodes unicispina; Halista batillosa, Mireana tawitawiensis, Lecithocera wolframmeyi, L. bipunctata, Torodora platiella, Chrysonasma occidentis; Alucita tropeki, Alucita safi; Tetracona multispina; Barsine kirata;

Dolichomitus mariajosae é uma nova vespa parasitoide da Colômbia. Créditos a Araujo et al. (2020).*

Oromia orahan é um novo besouro subterrâneo de La Gomera, Ilhas Canárias. Créditos a García et al. (2020).*

Equinodermos

• 2 novos holoturoides: Echinopsolus sanamyanorum, E. onekotanensis;

Condrícties

• 2 novos rajiformess: Semiorbiseptum mariae, Semiorbiseptum alfredoi;
• 1 novo esqualiforme: Squalus shiraii;

Actinopterígios

• 1 novo caraciforme: Characidium cacah;
• 1 novo cicliforme: Protomelas krampus;
• 6 novos cipriniformes: Rhodeus flaviventris; Seminemacheilus attalicus, Seminemacheilus ekmekciae, Seminemacheilus tubae; Waikhomia hira; Lubuka hema;
• 2 novos gadiformes: Bregmaceros retrodorsalis; Bregmaceros anchovia;
• 1 novo gobiiforme: Eviota pseudaprica;
• 1 novo curtiforme: Foa winterbottomi;
• 3 novos perciformes: Parapercis annamalai; Plectranthiaspolygonius, Plectranthias hinano;
• 2 novos siluriformes: Exostoma dulongensis; Hypostomus labyrinthus;

Plectranthias hinano é uma nova perquinha do Pacífico. Créditos a Shepherd et al. (2020).*

Anfíbios

• 13 novos anuros: Dendropsophus bilobatus; Megophrys (Panophrys) mirabilis, Megophrys (Panophrys) shimentaina , Megophrys (Panophrys) xiangnanensis, Megophrys (Panophrys) yangmingensis; Rana jiulingensis; Leptobrachella chishuiensis; Megophrys chishuiensis; Platypelis laetus; Rhombophryne ellae; Zhangixalus jodiae; Phrynobatrachus ambanguluensis; Phyllodytes magnus;

Dendropsophus bilobatus é uma nova perereca da Floresta Amazônica no Brasil. Créditos a Ferrão et al. (2020).*

Platypelis laetus é uma nova rã de Madagascar. Créditos a Rakotoarison et al. (2020).*

Répteis

• 7 novos escamados: Cyrtodactylus phumyensis; Cnemaspis magnifica; Cnemaspis avasabinae; Sphenomorphus phuquocensis; Hemiphyllodactylus bonkowskii, Hemiphyllodactylus ngocsonensis; Smithophis linearis;

– – –

Curta nossa página no Facebook!

Siga-me (@piterkeo) no Twitter!

Precisa de ajuda para preparar seu artigo científico? Fale com a A1 Assessoria em Produção Acadêmica. Oferecemos serviços de tradução, revisão, formatação e preparação de figuras a preços acessíveis! Nosso e-mail: a1academica@gmail.com
Se comentar que ouviu falar da A1 pelo Blog Natureza Terráquea, você ganha 10% de desconto na sua primeira tradução conosco!

– – –

* Esta obra está licenciada sob uma Licença Creative Commons de Atribuição 4.0 Internacional.